實驗動物與動物實驗方法教案-動物實驗的常用實驗技術動物血液的采集方法

PAGEPAGE14第三篇動物實驗的常用實驗技術第一章動物實驗的基本操作第一節(jié)實驗動物的編號大鼠和小鼠的編號一般都用不同顏料涂染皮毛的方法來標記，常用的涂染化學品如下①涂染黃色用3～5%苦味酸溶液;②涂紅色用0.5%品紅溶液等。前者最常用。在動物固定的不同部位涂上苦味酸斑點表示不同號碼。一般習慣在左前腿上為1，腰部為2，在左后腿上為3，在頭部為4，在正中為5，在尾基部位6，在右前腿為7，在右側(cè)要不為8，在右后退上為9，不涂染鼠為10。如果試驗時動物編號超過10，可在動物同一部位上再涂染另一種涂染劑。標記方法如圖。第二節(jié)動物的捉持和固定一、小白鼠的捉持：捉拿時可先用右手抓住并提起鼠尾，置于實驗臺或鼠籠上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠兩耳后頸背部的皮膚，將鼠置于左手心中，拉直后肢，以無名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿時，可戴上手套。實驗者可用右手捉住鼠尾，放在實驗臺或鼠籠上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指壓住鼠的頭頂，拇指和無名指分別從鼠的兩腋下插入，將鼠的兩前肢卡??；或拽緊鼠后頸及后背皮膚即可。三、家兔的捉持：用一手抓住家兔頸背部皮膚，將兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿勢。第三節(jié)常用動物的給藥方法一、小鼠、大鼠常用的給藥方法1、灌胃（ig）：左手將動物固定后，右手持裝有灌胃針頭的注射器，自口角進針，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。一般的給藥量小鼠為0.1～0.3ml／10g，大鼠為1～2.0ml／100g。2、皮下注射（sc）:常在背部皮下注射。一手固定動物，另一只手注射給藥。一般給藥量小鼠為0.1～0.20ml／10g，大鼠為1ml／100g。3、腹腔注射（ip）:左手固定動物，右手持注射器，從下腹部外側(cè)，呈45度角刺入腹腔，進針約3～5mm，一般給藥量小鼠為0.1～0.3ml／10g，大鼠1～2.0ml／100g。4、肌內(nèi)注射（im）：多注射后肢股部肌肉。如一人單獨操作，以左手拇指和食指抓住小鼠頭部皮膚，小指、無名指和掌部夾住鼠尾及一側(cè)后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉給藥。一般小鼠每側(cè)不超過0.1ml。5、尾靜脈注射（iv）：將動物固定，鼠尾巴露在外面，用70%～75%的酒精棉球擦尾部，或?qū)⑹笪步?5～50℃溫水中。待尾部左右靜脈擴張后，左手拉著尾，右手進針。小鼠一般的給藥量為0.1～0.2ml／10g。二、家兔常用的給藥方法灌胃：（略）皮下、肌內(nèi)及腹腔注射：給藥方法基本上同小白鼠，為針頭稍大，給藥量可稍多（皮下與肌內(nèi)0.5～1.0ml／kg，腹腔1.0～5.0ml／kg）。靜脈注射：將家兔置固定箱內(nèi)，拔去耳克外緣的毛，選擇一條比較明顯的耳緣靜脈，用酒精棉球涂擦皮膚，使血管暴露。用左手拇指和中指捏住兔的耳尖，以食指墊在兔耳擬進針部位的下面，右手持注射器，從近耳尖處將針頭刺入血管。推注時如有阻力，局部出現(xiàn)腫脹，表明針頭部在血管內(nèi)，應立即拔針重新穿刺。一般藥液為0.2～2.0ml／kg，等滲藥液可達10ml／kg。第四節(jié)動物的性別鑒定一般情況下，哺乳類動物性別依據(jù)動物的肛門與外生殖器(陰莖或陰道)之間的距離加以區(qū)分。雄性要比雌性的距離更長。大、小鼠雌雄動物肛門與外生殖器間距離第五節(jié)動物處死方法1、頸椎脫臼法：本法常用于小鼠的處死。左手拇指、食指用力向下按住鼠頭，同時右手抓住鼠尾用力向后上方拉，將脊髓與腦髓拉斷，鼠即死亡。2、斷頭法：用剪刀將鼠頭剪斷，由于腦髓與脊髓斷離且大量出血，動物很快死亡。麻醉后的家兔也可采用此法。3、擊打法：提起鼠尾，用力棒擊頭部，或用小木棰打擊頭部，鼠痙攣立即死亡。家兔也可采用此法。家兔等大動物常采用空氣拴塞法、放血法、窒息法處死。也可用過量麻醉藥注入法等方法處死動物。第二章動物血液的采集方法第一節(jié)大鼠、小鼠的血液采集方法一、眶靜脈叢（竇）采血小鼠為眶靜脈竇，大鼠為眶靜脈叢。可先將動物側(cè)眼向上固定體位，左手拇指及食指輕輕壓迫動物的頸部兩側(cè)，使眶靜脈叢（竇）充血。右手持注射器或硬質(zhì)毛細玻璃管，用采血管由眼內(nèi)角在眼瞼和眼球之間向喉頭方向刺入。若為針頭，其斜面先向眼球，刺入后再轉(zhuǎn)180°角使斜面對著眼眶后界。刺入深度：小鼠約2mm～3mm，大鼠約4mm～5mm。然后將采血管保持水平位，稍加旋轉(zhuǎn)并后退吸引。二、眶動脈和眶靜脈取血常用摘眼球法從眶動脈和眶靜脈取血，多用于小鼠。操作時，用左手抓住動物頸部皮膚，將動物輕壓在實驗臺上，取稍側(cè)臥位，左手拇食指盡量將動物眼周圍皮膚往眼后壓，使其眼球突出充血后，用彎頭眼科鑷迅速夾去眼球，并將鼠倒置，頭向下，眼眶內(nèi)很快流出血液。一般取血量約為小鼠體重4％～5％。三、尾靜脈采血首先將動物尾巴置于45℃～50℃熱水中，泡數(shù)分鐘，也可用酒精或二甲苯反復擦拭，使尾部血管擴張，擦干，剪去尾尖（小鼠約1～2mm，大鼠5～l0mm），血自尾尖流出，讓血液滴入盛器或直接用吸管吸取。也可用試管等接住，自尾根部向尾尖按摩，血液會自尾尖流入試管。四、大血管采血大、小鼠可從頸動（靜）脈、股動（靜）脈等大血管采血。在這些部位取血均需麻醉后固定動物，然后作動（靜）脈分離手術，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行方向刺入，抽取所需血量。小鼠、大鼠還可以從腹主動脈采血。首先進行深麻醉，仰臥位固定，打開腹腔，將腸管推向一側(cè)，然后用手指輕輕分開脊柱前的脂肪，暴露出腹主動脈。針頭在向心端方向平行刺入，立即采血。大鼠和小鼠還可采用斷頭取血、心臟取血。第二節(jié)家兔、豚鼠的血液采集方法一、耳中央動脈采血兔耳中央有一條較粗、顏色較鮮紅的中央動脈。采血時，用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央動脈末端，沿著動脈平行的方向刺入動脈，刺入方向應朝向近心端。不要在近耳根部進針，因其耳根部組織較厚，血管游離，位置較深，不清晰，易刺透血管造成皮下出血。一般用6號針頭采血。取血完畢后注意止血。此法一次可抽取10ml～15ml。二、耳緣靜脈采血耳緣靜脈采血多用于家兔等動物的中量采血，可反復采取。采血姿勢與耳緣靜脈注射給藥相同。操作時，將兔固定于兔盒內(nèi)或由助手固定，選靜脈較粗、清晰的耳朵，拔去采血部位的被毛，消毒。為使血管擴張，可用手指輕彈或用二甲苯涂擦血管局部。用6號針頭沿耳緣靜脈遠心端刺入血管。也可以用刀片在血管上切一小口，讓血液自然流出即可。取血后，用棉球壓迫止血。此法一次可采血5ml～10ml。三、心臟采血將兔仰臥固定，用左手觸摸左側(cè)第3～4肋間，選擇心跳最明顯處穿刺。一般由胸骨左緣外3mm處將注射針頭插入第3～4肋間隙。當針頭正確刺入心臟時，由于心搏的力量，血會自然進入注射器。采血中回血不好或動物躁動時應拔出注射器，重新確認后再次穿刺采血。經(jīng)6天～7天后，可以重復進行心臟采血。豚鼠的心臟采血亦較常用。第三章動物實驗手術基本操作技術切開根據(jù)實驗要求確定手術切口的部位及大小。切開時先繃緊皮膚，將刀刃與皮膚垂直，用力要得當，一般將切開皮膚全層，切口整齊不偏斜。切開皮及皮下組織時，一定要求按解剖層次逐層切開，注意止血，避免損傷深層的重要組織器官。組織分離1、銳性分離：用刀、剪等銳性器械作直接切割的方法，該法用于皮膚、粘膜、各種組織的精細解剖和緊密粘連的分離。使用刀柄、止血鉗、剝離器或手指等分離肌肉、筋膜間隙的疏松；結(jié)締組織的方法。四、止血止血是手術操作中的重要環(huán)節(jié)。手術過程中止血完美與否，不僅直接影響手術部位的顯露和手術操作，而且關系到手術后動物的安全、切口愈合的好壞以及是否造成并發(fā)癥等。術中止血必須準確、迅速、可靠。術中止血方法有：1、壓迫止血：手術中出血一般可先用無菌紗布或擰干的溫熱鹽水紗布按壓片刻，切勿用紗布擦拭，以減少組織損傷。2、鉗夾止血：用止血鉗與血流方向垂直夾住血管斷端，停留一段時間后取下止血鉗。3、結(jié)扎止血：出血點用紗布壓迫蘸吸后，用止血鉗夾住血管斷端，再用絲線結(jié)扎止血。結(jié)扎時，先豎起止血鉗，將結(jié)扎線繞過鉗夾點之下。第四章動物尸檢的方法動物尸檢是動物實驗中的一個重要方法，通過對實驗動物進行病理解剖觀察，可對實驗結(jié)果進行判定，也可分析死亡原因等。具體尸檢方法時，應首先復查動物編號、性別和實驗分組，記錄死亡或活殺時間、解剖時間。然后檢查動物外形：年齡、胖瘦、毛色、皮膚出血情況，生殖器官病變情況等。在完成尸體外部檢查之后，為了全面而系統(tǒng)地檢查尸體內(nèi)外所呈現(xiàn)的病理變化，需要采出臟器檢查，而必須要按照一定的順序進行。雖然各種動物大小不一，解剖結(jié)構不同，某些疾病的特殊要求，以及剖檢者的習慣不同，剖檢順序有一定的靈活性，但常規(guī)臟器采出與檢查一般遵循下列順序：剝皮和皮下檢查一腹腔的剖開和腹腔臟器的視查→胸腔的剖開和胸腔臟器的視查→腹腔臟器的采出→胸腔臟器的采出→口腔和頸部器官的采出→骨盆腔臟器的采出和檢查→顱腔剖開和腦的采出與檢查→鼻腔的剖開和檢查→脊椎管的剖開和脊髓的采出與檢查→肌肉和關節(jié)的檢查→骨和骨髓的檢查。第五章動物各種體液的采集方法一、尿液的采集方法1．代謝籠采集尿液將動物放在特制的籠內(nèi)飼養(yǎng)，動物排便時，可通過籠子底部的大小便分離漏斗，將尿液與糞便分開，達到采集尿液的目的。2．輸尿管插管采集尿液在動物輸尿管內(nèi)插一根塑料套管收集尿液。適用于兔、貓、犬等。3．膀胱手術插管采集尿液一般用于犬等較大動物。4．穿刺膀胱采集尿液二、膽汁、胰液、腸液的收集方法(—)膽汁的收集方法一般采取手術收集。以大鼠為例，手術前禁食16小時～18小時，飲2.5％葡萄糖鹽水。將動物腹腔麻醉后，仰臥于實驗臺上，從背至腹中線去毛、消毒。自劍突下及腹中線做3cm～5cm的切口。肌肉鈍性分離，切開腹膜，暴露腹腔，將肝臟向上翻起。在門靜脈一側(cè)，找出肝、膽總管。分離出膽總管，在膽總管靠近十二指腸的膨大后端剪開小切口，用剪成斜口的聚乙烯管尖端由此插入，一直向上插入至肝總管后，結(jié)扎固定，可收取膽汁。注意：若插管前端插在膽總管處，收集到的將是膽汁和胰液混合液。為準確起見，可在肝總管處剪切口插入。(二)胰液的收集方法大鼠的胰液收集麻醉大鼠，在固定板上仰臥固定。上腹部劍狀突部位下作3cm左右腹正中切口，找出十二指腸和胃的交界處，用線在交界處穿線備用。然后找到膽總管。大鼠胰管很多，包括前大胰腺管、后大胰腺管，以及許多小胰腺管。大鼠的所有胰腺管均不直接開口于十二指腸而都開口于膽總管