實驗動物采血指南

1、實驗動物采血指南采血方法的選擇，決定于實驗的目的所需血量以及動物種類。凡用血量較少的檢驗如紅、白細胞計數(shù)、血紅蛋白的測定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破組織取毛細血管的血。當需血量較多時可作靜脈采血。靜脈采血時，若需反復多次，應自遠離心臟端開始，以免發(fā)生栓塞而影響整條靜脈。例如，研究毒物對肺功能的影響、血液酸堿平衡、水鹽代謝紊亂，需要比較動、動脈血氧分壓、二氧化碳分壓和血液pH值以及 K+、Na+、CI-離子濃度，必須采取動脈血液。 采血時要注意：采血場所有充足的光線；室溫夏季最好保持在25-28，冬季，15-20為宜；采血用具有采用部位一般需要進行消毒；采血用的注射器和試管必須保持清

2、潔干燥；若需抗凝全血，在注射器或試管內需預先加入抗凝劑.不同動物采血部位與采血量的關系采血量 采血部位 動物品種 動物品種 最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小 鼠 0.2 0.3 大 鼠 1 2 豚 鼠 5 10 兔 10 40 狼 狗 100 500 獵 狗 50 200 猴 15 60 取少量血 尾靜脈 耳靜脈 眼底靜脈叢 舌下靜脈 腹壁靜脈 冠、腳蹼皮下靜脈 大鼠、小鼠 兔、狗、貓、豬、山羊、綿羊 兔、大鼠、小鼠 兔 青蛙、蟾蜍 雞、鴨、鵝 取中量血 后肢外側皮下小隱靜脈前肢內側皮下頭靜脈 耳中央動脈 頸靜脈 心臟 斷頭 翼下靜脈 頸動脈 狗、猴、貓 狗、猴、貓 兔 狗、

3、貓、兔 豚鼠、大鼠、小鼠 大鼠、小鼠 雞、鴨、鴿、鵝 雞、鴨、鴿、鵝 取大量血 股動脈、頸動脈 心臟 頸靜脈 摘眼球 狗、猴、貓、兔 狗、猴、貓、兔 馬、牛、山羊、綿羊 大鼠、小鼠 (一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血   當所需血量很少時采用本法。固定動物并露出鼠尾。將尾部毛剪去后消毒，然后浸在45左右的溫水中數(shù)分鐘，使尾部血管充盈。再將尾擦干，用銳器(刀或剪刀)割去尾尖，讓血液自由滴入盛器或用血紅蛋白吸管吸取，采血結束，傷口消毒并壓迫止血。也可在尾部作一橫切口，割破尾動脈或靜脈，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.30

4、.5ml。 2.鼠尾刺血法   大鼠用血量不多時(僅做白細胞計數(shù)或血紅蛋白檢查)，可采用本法。先將鼠尾用溫水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7號或8號注射針頭，刺入鼠尾靜脈，拔出針頭時即有血滴出，一次可采集1050mm3。如果長期反復取血，應先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐漸向近心端穿刺。 3.眼眶靜脈叢采血  采血者的左手拇食兩指從背部較緊地握住小鼠或大鼠的頸部(大鼠采血需帶上紗手套)，應防止動物窒息。當取血時左手拇指及食指輕輕壓迫動物的頸部兩側，使眶后靜脈叢充血。右手持續(xù)接7號針頭的1ml注射器或長頸(34cm)硬質玻璃滴管(毛細管內徑0.5-1.0mm)

5、，使采血器與鼠面成45的夾角，由眼內角刺入，針頭斜面先向眼球，刺入后再轉180度使斜面對著眼眶后界。刺入濃度，小鼠約23mm，大鼠約45mm。當感到有阻力時即停止推進，同時，將針退出約，邊退邊抽。若穿刺適當血液能自然流入毛細管中，當?shù)玫剿璧难亢?，即除去加于頸部的壓力，同時，將采血器拔出，以防止術后穿刺孔出血。 若技術熟練，用本法短期內可重復采血均無多大困難。左右兩眼輪換更好。體重20-25g的小鼠每次可采血；體重200-300g大鼠每次可采血，可適用于某些生物化學項目的檢驗。 4.斷頭取血  采血者的左手拇指和食指以背部較緊地握住大(小)鼠的頸部皮膚，并作動物頭朝下傾的姿勢。右手

6、用剪刀猛剪鼠頸，約1/2-4/5的頸部前剪斷，讓血自由滴入盛器。小鼠可采用約0.81.2ml;大鼠約5-10ml。 5.心臟采血  鼠類的心臟較小，且心率較快，心臟采血比較困難，故少用?；铙w采血方法與豚鼠相同。若做開胸一次死亡采血，先將動物作深麻醉，打開胸腔，暴露心臟，用針頭刺入右心室，吸取血液。小鼠約；大鼠約。6.頸動靜脈采血  先將動物仰位固定，切開頸部皮膚，分離皮下結締組織，使頸靜脈充分暴露，可用注射器吸出血液。在氣管兩側分離出頸動脈，離心端結扎，向心端剪口將血滴入試管內。 7.腹主動脈采血  最好先將動物麻醉，仰臥固定在手術架上，從腹正中線皮膚切開腹腔，使

7、腹主動脈清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血?；蛴脽o齒鑷子剝離結締組織，夾住動脈近心端，用尖頭手術剪刀，剪斷動脈，使血液噴入盛器。 8.股動(靜)脈采血   先由助手握住動物，采血者左手拉直動物下肢，使靜脈充盈?；蛘咭圆珓訛橹笜耍沂钟米⑸淦鞔倘胙?。體重15-20g 小鼠采血約，大鼠約。 (二)豚鼠采血法 1.耳緣剪口采血 將耳消毒后，用銳器(刀或刀片)割破耳緣，在切口邊緣涂抹20%檸檬酸鈉溶液，阻止血凝，則血可自切口自動流出，進入盛器。操作時，使耳充血效果較好。此法能采血0.5ml左右。 2.心臟采血  取血前應探明心臟搏動最強部位，通常在胸骨左緣的正中，選心

8、跳最顯的部位作穿刺。針頭宜稍細長些，以免發(fā)生手術后穿刺孔出血，其操作手法詳見兔心臟采血。因豚鼠身體較小，一般可不必將動物固定在解剖臺上，而可由助手握住前后肢進行采血即可。成年豚鼠每周采血應不超過10ml為宜。 3.肌動脈采血  將動脈仰位固定在手術臺上，剪去腹股溝區(qū)的毛，麻醉后，局部用碘酒消毒。切開長約2-3cm的皮膚，使股動脈暴露及分離。然后，用鑷子提起股動脈，遠端結扎，近端用止血鉗夾住，在動脈中央剪一小孔，用無菌玻璃小導管或聚乙烯、聚四氟乙烯管插入，放開止血鉗，血液即導管口流出。一次可采血10-20ml。 4.背中足靜脈取血  助手固定動物，將其右或左右膝關節(jié)伸直提到術

9、者面前。術者將動物腳背面用酒精消毒，找出背中足靜脈后，以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手拿的注射針刺入靜脈。拔針后立即出血，呈半球狀隆起。采血后，用紗布或脫脂棉壓迫止血。反復采血時，兩后肢交替使用。 (三)兔采血法  1.耳靜脈采血  本法為最常用的取血法之一，常作多次反復取血用，因此，保護耳緣靜脈，防止發(fā)生栓塞特別重要。 將兔放入僅露出頭部及兩耳的固定盒中，或由助手以手扶住。選耳靜脈清晰的耳朵，將耳靜脈部位的毛拔去，用75%酒精局部消毒，待干。用手指輕輕摩擦兔耳，使靜脈擴張，用連有5(1/2)號針頭的注射器在耳緣靜脈末端刺破血管待血液漏出取血或將針頭逆血流方向刺入耳緣

10、靜脈取血，取血完畢用棉球壓迫止血，此種采血法一次最多可采血5-10ml。2.耳中央動脈采血  將兔置于兔固定筒內，在兔耳的中央有一條較粗、顏色較鮮紅的中央動脈，用左手固定兔耳，右手取注射器，在中央動脈的末端，沿著動脈平行地向心方向刺入動脈，即可見動脈血進入針筒，取血完畢后注意止血。此法一次抽血可達15ml。但抽血時應注意，由于兔耳中央動脈容易發(fā)生痙攣性收縮，因此抽血前，必須先讓兔耳充分充血，當動脈擴張，未發(fā)生痙攣性收縮之前立即進行抽血，如果等待時間過長，動脈經常會發(fā)生較長時間的痙攣性收縮。取血用的針頭一般用6號針頭，不要太細。針刺部位從中央動脈末端開始。不要在近耳根部取血，因耳根部軟

11、組織厚，血管位置略深，易刺透血管造成皮下出血。 3.心臟取血  將家兔仰臥固定，在第三肋間胸骨左緣3毫米處注射針垂直刺入心臟，血液隨即進入針管。注意事項有：動作宜迅速，以縮短在心臟內的留針時間和防止血液凝固；如針頭已進入心臟但抽不出血時，應將針頭稍微后退一點。在胸腔內針頭不應左右擺動以防止傷及心，肺、一次可取血20-25ml。 4.后肢脛部皮下靜脈取血  將兔仰臥固定于兔固定板上，或由一人將兔固定好。拔去脛部被毛，在脛部上端股部扎以橡皮管，則在脛部外側淺表皮下，可清楚見到皮下靜脈。用左手兩指固定好靜脈，右手取帶有5(1/2)號針頭的注射器內皮下靜脈平行方向刺入血管，抽一下針

12、栓，如血進入注射器，表示針頭已刺入血管，即可取血。一次可取25ml。取完后必須用棉球壓迫取血部位止血，時間要略長些，因此處不易止血。如止血不妥，可造成皮下血腫，影響連續(xù)多次取血。 5.股靜脈、頸靜脈取血  先作股靜脈和頸靜脈暴露分離手術  股靜脈取血  注射器平行于血管，從股靜脈下端向心方向刺入，徐徐抽動針栓即可取血。抽血完畢后要注意止血。股靜脈較易止血，用于紗布輕壓取血部位即可。若連續(xù)多次取血，取血部位宜盡量選擇靠離心端。 外頸靜脈取血  注射器由近心端(距頸靜脈分支2-3厘米處)向頭側端順血管平等方向刺入，使注射針一直引深至頸靜脈分支叉處，即可取血。

13、此處血管較粗，很容易取血，取血量也較多，一次可取10ml以上。取血完畢，拔出針頭，用干紗布輕輕壓迫取血部位也易止血。兔急性實驗的靜脈取血，用此法較方便。 (四)狗、貓采血法 1.后肢外側小隱靜脈和前肢內側下頭靜脈采血   此法最常用，且方便。后肢外側小隱靜脈在后肢脛部下1/3的外側淺表的皮下，由前側方向后行走。抽血前，將狗固定在狗架上或使狗側臥，由助手將狗固定好。將抽血部位的毛剪去，碘酒一酒精消毒皮膚。采血者左手拇指和食指握緊剪毛區(qū)上部，使下肢靜脈充盈，右手用連有6號或7號針頭的消毒器迅速穿刺入靜脈，左手放松將針固定，以適當速度抽血(以無氣泡為宜)。或將膠皮帶綁在狗股部，或

14、由助手握緊股部，即可，若僅需少量血液，可以不用注射器抽取，只需用針頭直接刺入靜脈，待血從針孔自然滴出，放入盛器或作涂片。 采集前肢內側皮下的頭靜脈血時，操作方法基本與上述相同。一只狗一般采10-20ml血并不困難。 2.股動脈采血   本法為采取狗動脈血最常用的方法。操作也較簡便。稍加以訓練的狗，在清醒狀態(tài)下將狗臥位固定于狗解剖臺上。伸展后肢向外伸直，暴露腹肥肉溝三角動脈搏動的部位，剪去毛。用碘酒消毒。左手中指、食指探摸股動脈跳動部位，并固定好血管，右手取連有5(1/2)號針頭的注射器，針頭由動脈跳動處直接刺入血管，若刺入動脈一般可見鮮紅血液流入注射器，有時還需微微轉動一下

15、針頭或上下移動一下針頭，方見鮮血流入。有時，往往刺入靜脈，必須重抽之。待抽血完畢，迅速拔出針頭，用干藥棉壓迫止血23分鐘。3.心臟采血  本法最好在麻醉下進行，馴服的狗不麻醉也行。將固定在手術臺上，前肢向背側方向固定，暴露胸部，將左側第3-5肋間的被毛剪去，用碘酒-酒精消毒皮膚。采血者用左手觸摸左側3-5肋間處，選擇心跳最顯處穿刺。一般選擇胸骨左緣外1cm第4肋間處。取連有6(1/2)號針頭的注射器，由上述部位進針，并向動物背側方向垂直刺入心臟。采血者可隨針接觸心跳的感覺，隨時調整刺入方向和濃度，擺動的角度盡量小，避免損傷心肌過重，或造成胸腔大出血。當針頭正確刺入心臟時，血即可進入抽

16、射器，可抽取多量血液。 4.耳緣靜脈采血  本法宜取少量血液作血常規(guī)或微量酶活力檢查等。有訓練的狗不必綁嘴，剪去耳尖部短毛，即可見耳緣靜脈，手法基本與兔相同。 5.頸靜脈  狗不需麻醉，經訓練的狗不需固定，未經訓練的狗應予固定。取側臥位，剪去頸部被毛約10×3cm2范圍，用碘酒、酒精消毒皮膚。將狗頸部拉直，頭盡量后抑。用左手拇指壓住頸靜脈入胸部位的皮膚。使頸靜脈怒張，右手取連有6(1/2)號針頭的注射器。針頭沿血管平行方向向心端刺往前血管。由于此靜脈在皮下易滑動，針刺時除用左手固定好血管外，刺入要準確。取血后注意壓迫止血。采用此法一次可取較多量的血。 貓的采血法基

17、本與狗相同。常采用前肢皮下頭靜脈、后肢的股靜脈、耳緣靜脈取血。需大量血液時可從頸靜脈取血。方法見前述。 (五)猴采血法與人類的采血法相似，常用者有以下幾種： 1.毛細血管采血  需血量少時，可在猴拇指或足跟等處采血。采血方法與人的手指或耳垂處的采血法相同。 2.靜脈采血  最宜部位是后肢皮下靜脈及外頸靜脈。后肢皮下靜脈的取血法與狗相似。 用外頸靜脈采血時，把猴固定在猴臺上，側臥，頭部略低于臺面，助手固定猴的頭部與肩部。先剪去頸部的毛，用碘酒-酒精消毒，即可見位于上頜角與鎖骨中點之間的怒張的外頸靜脈。用左手拇指按住靜脈，右手持連6(1/2)號針頭的注射器，其它操作與人的靜脈取

18、血同。 也可在肘窩、腕骨、手背及足背選靜脈采血。但這些靜脈更細、易滑動、穿刺難，血流出速度慢。 3.動脈采血  股動脈可觸及。取血量多時常被優(yōu)先選用，手法與狗股動脈采血相似。此外，肱動脈與橈動脈也可用。實驗動物分組和標記編號方法一、分組（一）分組原則實驗動物分組應嚴格按照隨機分組的原則進行，使每只動物都有同等機會被分配到各個實驗組中去，盡量避免人為因素對實驗造成的影響。（二）建立對照組實驗動物分組時應特別注意建立對照組。對照組可分自身對照組和平行對照組。1自身對照組自身對照是把實驗動物本身在動物實驗前、后兩階段的各項相關數(shù)據，分別作為對照組和實驗組的結果并進行統(tǒng)計學處理。2平行對照組

19、平行對照組分正對照組和負對照組（空白對照組）兩種。正對照組是對實驗動物實施與實驗動物相同但排除了所要觀察的目的因子（如治療手段或藥物）的處理，負對照組則不作任何處理，這種方法就是平行對照組。例如要觀察某種藥物的藥效，對實驗組動物采用肌肉注射的給藥方法；正對照組動物同樣進行肌肉注射，但注射的不是藥物而是同等劑量的生理鹽水，以便排除肌肉注射生理鹽水可能產生的影響；負對照組動物則不進行肌肉注射，并與實驗組動物和正對照組動物在相同的環(huán)境和條件下飼養(yǎng)，作為空白對照。二、標記編號對隨機分組后的實驗動物進行標記編號，是動物實驗準備工作中相當重要的一項工作。標記編號方法應保證編號不對動物生理或實驗反應產生影響

20、，且號碼清楚、易認、耐久和適用。目前常用的標記編號方法有染色法、耳孔法、烙印法、掛牌法等標記編號方式。此外還有針刺法、斷趾編號法、剪尾編號法、被毛剪號法、籠子編號法等。（一）染色法染色法是用化學藥品在實驗動物身體明顯的部位，如被毛、四肢等處進行涂染，以染色部位、顏色不同來標記區(qū)分實驗動物，是最常用、最易掌握的經濟犯罪分子方法。1常用染色劑（1）3% 5%苦味酸溶液，可染成黃色。（2）0.5% 中性紅或品紅溶液,可染成紅色。（3）2%硝酸銀溶液，可染成咖啡色（涂染后在可見光下暴露十分鐘）。（4）煤焦油酒精溶液，可染成黑色。2染色方法染色法適用于被毛白色的實驗動物如大白鼠、小白鼠等。（1）單色涂染

21、法（如圖11-1所示）單色涂染法是用單一顏色的染色劑涂染實驗動物不同部位的方法。常規(guī)的涂染順序是從左到右、從上到下。左前肢為1號、左側腹部2號、左后肢3號、頭部4號、背部5號、尾根部6號、右前肢為7、右側腹部8號、右后肢9號、不作染色標記為10號。此法簡單、易認，在每組實驗動物不超過10只的情況下適用。（2）色涂染法（如圖11-1所示）雙色涂染法是采用兩種顏色同時進行染色標記的方法。例如用苦味酸（黃色）染色標記作為個位數(shù)，用品紅（紅色）染色標記作為十位數(shù)。個位數(shù)的染色標記方法同單色涂染法；十位數(shù)的染色標記方法參照單色涂染法，即左前肢為10號、左側腹部20號、左后肢30號、頭部4 0號、背部50

22、號、尾根部60號、右前肢70號、右側腹部80號、右后肢90號，第100號不作染色標記。比如標記第12號實驗動物，在其左前肢涂染品紅（紅色），在其左側腹部涂上苦味酸（黃色）即可（如圖11-1所示）。雙色法色法可標記100位以內的號碼。（3）直接標號法直接標號法是使用染色劑直接在實驗動物被毛、肢體上編寫號碼的方法。實驗動物太小或號碼位數(shù)太多時，不宜采用此方法。染色法雖然簡單方便，不會給實驗動物造成損傷和痛苦，但是長時間實驗會使涂染劑自行褪色，或由于實驗動物互相嬉鬧、舔毛、摩擦、換毛、糞尿和飲水浸濕被毛等原因，易造成染色標記模糊不清，因而染色法對慢性實驗不適用。如果所做慢性實驗只能采用此種染色方法，

23、則應注意不斷地補充和加深染色。另外，常用染色劑的毒性對實驗動物的影響也是需要注意的一個問題。（二）孔法耳孔法是用打孔機直接在實驗動物的耳朵上打孔編號，根據打在動物耳朵上的部位和孔的多少，來區(qū)分實驗動物的方法（如圖11-2所示）。用打孔機在耳朵打孔后，必須用消毒過的滑石粉抹在打孔局部，以免傷口愈合過程中將耳孔閉合。耳孔法可標記三位數(shù)之內的號碼。另一種耳孔法是用剪刀在實驗動物的耳郭上剪缺口的方法，作為區(qū)分實驗動物的標記。（三）烙印法烙印法是直接把標記編號烙印在實驗動物身體上的方法，尤如蓋印章一樣。烙印方法有兩種，對犬等大動物，可將標記號碼烙印在其皮膚上（如耳、面、鼻、四肢等部位），對家兔、豚鼠等動

24、物，可用數(shù)字號碼鉗在其耳朵上刺上號碼；烙印完成后，傷口涂抹酒精黑墨等顏料，即可清楚讀出號碼。烙印法對實驗成績動物會造成輕微損傷，操作時宜輕巧、敏捷，必要時麻醉，以減少痛苦。（四）掛牌法掛牌法是將編好的號碼烙印在金屬牌上，掛在實驗動物頸部、耳部、肢體或籠具上，用來區(qū)別實驗動物的一種方法。金屬牌應選用不生銹、刺激小的金屬材料，制成輕巧、美觀的小牌子。實驗人員可根據實驗動物品種、實驗類型及實驗方式，選擇合適的標記編號方法。一般來說，大、小鼠多采用染色法，家兔宜使用耳孔法，犬、猴、貓較適合掛牌法，犬還可用烙印法。動物實驗基本技術第一節(jié) 實驗動物的抓取和固定在進行實驗時，為了不損傷動物的健康，不影響觀察

25、指標，并防止被動物咬傷，首先要限制動物的活動，使動物處于安靜狀態(tài)，工作人員必須掌握合理的抓取固定方法。抓取動物前，必須對各種動物的一般習性有所了解。操作時要小心仔細、大膽敏捷、熟練準確、不能粗暴，不能恐嚇動物，同時，要愛惜動物，使動物少受痛苦。一、小鼠小鼠性情較溫順，一般不會咬人，比較容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴將其放在鼠籠蓋或其它粗糙表面上，在小鼠向前掙扎爬行時，用左手拇指和食指捏住其雙耳及頸部皮膚，將小鼠置于左手掌心、無名指和小指夾其背部皮膚和尾部，即可將小鼠完全固定。在一些特殊的實驗中，如進行尾靜脈注射時，可使用特殊的固定裝置進行固定,如尾靜脈注射架或粗的玻璃試管。如要進行手術或

26、心臟采血應先行麻醉再操作,如進行解剖實驗則必須先行無痛處死后再進行。二、大鼠大鼠的門齒很長，在抓取方法不當而受到驚嚇或激怒時易將操作者手指咬傷,所以,不要突然襲擊式地去抓它，取用時應輕輕抓住其尾巴后提起，置于實驗臺上，用玻璃鐘罩扣住或置于大鼠固定盒內，這樣即可進行尾靜脈取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃等操作時，實驗者應戴上棉紗手套(有經驗者也可不戴)，右手輕輕抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮膚脫落，左手抓緊鼠兩耳和頭頸部的皮膚，并將大鼠固定在左手中，右手即可進行操作。三、家兔家兔比較馴服，不會咬人，但腳爪較尖，應避免家兔在掙扎時抓傷皮膚。常用的抓取方法是先輕輕打開籠門，勿

27、使其受驚，隨后手伸入籠內，從頭前阻攔它跑動。然后一只手抓住兔的頸部皮毛，將兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮膚提起來，放在實驗臺上，即可進行采血、注射等操作。因家兔耳大，故人們常誤認為抓其耳可以提起，或有人用手挾住其腰背部提起均為不正確的操作。在實驗工作中常用兔耳作采血、靜脈注射等用，所以家兔的兩耳應盡量保持不受損傷。家兔的固定方法有盒式固定和臺式固定。盒式固定適用于采血和耳部血管注射，臺式固定適用于測量血壓、呼吸和進行手術操作等。四、豚鼠豚鼠膽小易驚，抓取時必須穩(wěn)、準、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，將手張開，用手指環(huán)握頸部，另一只手托住其臀部，即可輕輕提起、固定。五、蟾蜍抓

28、取蟾蜍時，可先在蟾蜍體部包一層濕布，用左手將其背部貼緊手掌固定，把后肢拉直，并用左手的中指、無名指及小指夾住，前肢可用拇指及食指壓住，右手即可進行實驗操作。抓取蟾蜍時不要擠壓兩側耳部突起的毒腺，以免蟾蜍將毒液射到使用者眼睛里。需要長時間固定時，可將蟾蜍麻醉或毀腦脊髓后，用大頭針釘在蛙板上。六、狗用狗做實驗時，為防止其咬傷操作人員，一般先將狗嘴綁住。對實驗用狗，如畢格狗或馴服的狗，綁嘴時操作人員可從其側面*近并輕輕撫摸頸部皮毛，然后迅速用布帶綁住狗嘴；對家養(yǎng)的笨狗或未經馴服的狗，先用長柄捕狗狗夾夾住狗的頸部，將狗按倒在地，再綁嘴。如果實驗需要麻醉，可先使動物麻醉后再移去狗夾。當狗麻醉后，要松開綁

29、嘴布帶，以免影響呼吸。第二節(jié) 實驗動物的編號和分組一、編號實驗動物常需要標記以示區(qū)別。編號的方法很多，根據動物的種類數(shù)量和觀察時間長短等因素來選擇合適的標記方法。(一)掛牌法：將號碼烙壓在圓形或方形金屬牌上(最好用鋁或不銹鋼的,它可長期使用不生銹),或將號碼按實驗分組編號烙在栓動物頸部的皮帶上，將此頸圈固定在動物頸部。該法適用于狗等大型動物。(二)打號法：用刺數(shù)鉗(又稱耳號鉗)將號碼打在動物耳朵上。打號前用蘸有酒精的棉球擦凈耳朵，用耳號鉗刺上號碼，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。該法適用于耳朵比較大的兔、狗等動物。(三)針刺法：用七號或八號針頭蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以

30、及尾部等處刺入皮下，在受刺部位留有一黑色標記。該法適用于大小鼠、豚鼠等。在實驗動物數(shù)量少的情況下，也可用于兔、狗等動物。(四)化學藥品涂染動物被毛法：經常應用的涂染化學藥品有涂染紅色：0.5中性紅或品紅溶液。涂染黃色：3-5苦味酸溶液。涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。根據實驗分組編號的需要，可用一種化學藥品涂染實驗動物動物背部被毛就可以。如果實驗動物數(shù)量較多，則可以選擇兩種染料。該方法對于實驗周期短的實驗動物較合適，時間長了染料易退掉；對于哺乳期的子畜也不適合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。(五)剪毛法：該法適用于大、中型動物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在動物一側或背部剪出號碼，此法編號清楚可*

31、，但只適于短期觀察。(六)打孔或剪缺口法：可用打孔機在兔耳一定位置打一小孔來表示一定的號碼。如用剪子剪缺口,應在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出來。該法可以編至1 9999號，此種方法常在飼養(yǎng)大量動物時作為終身號采用。二、分組(一)分組的原則：進行動物實驗時，經常需要將選擇好的實驗動物按研究的需要分成若干組。動物分組應按隨機分配的原則，使每只動物都有同等機會被分配到各個實驗組與對照組中去，以避免各組之間的差別,影響實驗結果，特別是進行準確的統(tǒng)計檢驗,必須在隨機分組的基礎上進行。每組動物數(shù)量應按實驗周期長短、實驗類型及統(tǒng)計學要求而定。如果是慢性實驗或需要定期處死動物進行檢驗的實驗，就要求選較

32、多的動物，以補足動物自然死亡和認為處死所喪失的數(shù)量，確保實驗結束時有合乎統(tǒng)計學要求的動物數(shù)量存在。(二)建立對照組：分組時應建立對照組。1.自身對照組：是指實驗數(shù)據而言。實驗動物本身在實驗處理前、后兩個階段的各項相關數(shù)據就分別是對照組和實驗組的實驗結果，此法可排除生物間的個體差異。2.平行對照組：有正對照組和負對照組兩種。給實驗組動物某種處理，而給正對照組用同樣方法進行處理，但并不采用實驗所要求的藥物或手段，負對照組則不給任何處理。3.具體分組時，應避免人為因素, 隨機把所有的動物進行編號，然后令其雙數(shù)為組(實驗組),單數(shù)為B組(對照組)即可或反之。如果要分若干個組時，應該用隨機數(shù)字表示進行完

33、全隨機分組。第三節(jié) 實驗動物的麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任務是消除實驗過程中所至的疼痛和不適感覺，保障實驗動物的安全，使動物在實驗中服從操作，確保實驗順利進行。一、常用的麻醉藥(一)常用局部麻醉劑：普魯卡因，此藥毒性小，見效快，常用于局部浸潤麻醉，用時配成0.51；利多卡因，此藥見效快，組織穿透性好，常用12溶液作為大動物神經干阻滯麻醉，也可用0.250.5溶液作局部浸潤麻醉。(二)常用全身麻醉劑：1. 乙醚 乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各種動物都可應用。其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通過神經反射還可擾亂呼吸、血

34、壓和心臟的活動，并且容易引起窒息，在麻醉過程中要注意。但總起來說乙醚麻醉的優(yōu)點多，如麻醉深度易于掌握，比較安全，而且麻醉后恢復比較快。其缺點是需要專人負責管理麻醉，在麻醉初期出現(xiàn)強烈的興奮現(xiàn)象，對呼吸道又有較強的刺激作用，因此，需在麻醉前給予一定量的嗎啡和阿托品(基礎麻醉)，通常在麻醉前2030分鐘，皮下注射鹽酸或硫酸嗎啡(每公斤體重510mg)及阿托品(每公斤體重0.1mg)。鹽酸嗎啡可降低中樞神經系統(tǒng)興奮性，提高痛閾，還可節(jié)省乙醚用量及避免乙醚麻醉過程中的興奮期。阿托品可對抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉過程中發(fā)生呼吸道堵塞，或手術后發(fā)生吸入性肺炎。進行手術或使用過程中，需要繼續(xù)

35、給予吸入乙醚，以維持麻醉狀態(tài)。慢性實驗預備手術的過程中，仍用麻醉口罩給藥，而在一般急性使用,麻醉后可以先進行氣管切開術,通過氣管套管連接麻醉瓶繼續(xù)給藥。在繼續(xù)給藥過程中，要時常檢查角膜反射和觀察瞳孔大小(如發(fā)現(xiàn)角膜反射消失，瞳孔突然放大，應立即停止麻醉。萬一呼吸停止，必須立即施行人工呼吸。待恢復自動呼吸后再進行操作。2. 苯巴比妥鈉 此藥作用持久,應用方便，在普通麻醉用量情況下對于動物呼吸、血壓和其它功能無多大影響。通常在實驗前半至一小時用藥。使用劑量及方法為：狗腹腔注射80100mg/kg體重，靜脈注射70120mg/kg體重( 一般每公斤體重給7080mg即可麻醉，但有的動物要100120

36、mg才能麻醉,具體用量可根據各個動物的敏感性而定)。兔腹腔注射150200mg/kg體重。3. 戊巴比妥鈉 此藥麻醉時間不很長,一次給藥的有效時間可延續(xù)3-5小時,所以十分適合一般使用要求。給藥后對動物循環(huán)和呼吸系統(tǒng)無顯著抑制作用，藥品價格也很便宜。用時配成1生理鹽水溶液，必要時可加溫溶解， 配好的藥液在常溫下放置12月不失藥效。靜脈或腹腔注射后很快就進入麻醉期，使用劑量及方法為：狗、貓、兔靜脈注射3035mg/kg體重,腹腔注射4045mg/kg體重。 4. 硫噴妥鈉 為黃色粉末，有硫臭，易吸水。其水溶液不穩(wěn)定，故必須現(xiàn)用現(xiàn)配,常用濃度為15。此藥作靜脈注射時，由于藥液迅速進入腦組織，故誘導

37、快，動物很快被麻醉。但蘇醒也很快，一次給藥的麻醉時效僅維持半至一小時。在時間較長的實驗過程中，可重復注射，以維持一定的麻醉深度。此藥對胃腸道無副作用，但對呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神經較副交感神經為強,常有喉頭痙攣,因此注射時速度必須緩慢。實驗劑量和方法：狗靜脈注射2025mg/kg體重；兔靜脈注射710mg/kg體重。靜脈注射速度以15秒鐘注射2ml左右進行。小鼠1溶液腹腔注射0.10.3ml/只；大鼠0.60.8ml/只。5. 巴比妥鈉 使用劑量及方法：狗靜脈注射225mg/kg體重；兔腹腔注射200mg/kg體重；鼠皮下注射200mg/kg體重。6. 氨基甲酸乙酯 此藥是比較溫和

38、的麻醉藥，安全度大。多數(shù)實驗動物都可使用,更適合于小動物。一般用作基礎麻醉，如使用全部過程都用此麻醉時，動物保溫尤為重要。使用時常配成2025水溶液，狗、兔靜脈、腹腔注射0.751g/kg體重。但在作靜脈注射時必須溶在生理鹽水中，配成5或10溶液， 及每公斤體重注射1020ml。鼠1.52g/kg體重，由腹腔注射。以上麻醉藥種類雖較多，但各種動物使用的種類多有所側重。如做慢性實驗的動物常用乙醚吸入麻醉(用嗎啡和阿托品作基礎麻醉)；急性動物實驗對狗、貓和大鼠常用戊巴比妥鈉麻醉；對家兔和青蛙、蟾蜍常用氨基甲酸乙酯；對大鼠和小鼠常用硫噴妥鈉或氨基甲酸乙酯麻醉。二、麻醉方法(一)全身麻醉：麻醉藥經呼吸

39、道吸入或靜脈、肌肉注射,產生中樞神經系統(tǒng)抑制,呈現(xiàn)神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制等現(xiàn)象，這種方法稱全身麻醉。其特點為抑制深淺與藥物在血液內的濃度有關,當麻醉藥從體內排出或在體內代謝破壞后,動物逐漸清醒，不留后遺癥。1. 吸入麻醉法 麻醉藥以蒸氣或氣體狀態(tài)經呼吸道吸入而產生麻醉者，稱吸入麻醉，常用乙醚作麻醉藥。吸入法對多數(shù)動物有良好的麻醉效果，其優(yōu)點是易于調節(jié)麻醉的深度和較快的終止麻醉，缺點是中、小型動物較適用，對大型動物如狗的吸入麻醉操作復雜，通常不用。具體方法是：使用乙醚麻醉兔及大小鼠時，可將動物放入玻璃麻醉箱內，把裝有浸潤乙醚棉球的小燒杯放入麻醉箱，然后觀察動物。開始動物自主活

40、動，不久動物出現(xiàn)異常興奮，不停地掙扎，隨后排出大小便。漸漸地動物由興奮轉為抑制，倒下不動，呼吸變慢。如動物四肢緊張度明顯減低，角膜反射遲鈍，皮膚痛覺消失，則表示動物已進入麻醉，可行手術和操作。在實驗過程中應隨時觀察動物的變化，必要時把乙醚燒杯放在動物鼻部，以維持麻醉的時間與深度。2. 注射麻醉法 常用的麻醉藥有戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉、氨基甲酸乙酯等。大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法進行全身麻醉。狗、兔等動物既可腹腔注射給藥,也可靜脈注射給藥。在麻醉興奮期出現(xiàn)時，動物掙扎不安，為防止注射針滑脫，常用吸入麻醉法進行誘導，待動物安靜后再行腹腔或靜脈穿刺給藥麻醉。在注射麻醉藥物時，先用麻醉藥總量的三分之二

41、，密切觀察動物生命體征的變化，如已達到所需麻醉的程度，余下的麻醉藥則不用，避免麻醉過深抑制延腦呼吸中樞導致動物死亡。(二)動物局部麻醉方法：用局部麻醉藥阻滯周圍神經末梢或神經干、神經節(jié)、神經叢的沖動傳導，產生局部性的麻醉區(qū)，稱為局部麻醉。其特點是動物保持清醒，對重要器官功能干擾輕微，麻醉并發(fā)癥少，是一種比較安全的麻醉方法。適用于大中型動物各種短時間內的實驗。局部麻醉操作方法很多，可分為表面麻醉、局部浸潤麻醉、區(qū)域阻滯麻醉以及神經干(叢)阻滯麻醉。1. 表面麻醉 利用局部麻醉藥的組織穿透作用，透過粘膜,阻滯表面的神經末梢，稱表面麻醉。在口腔及鼻腔粘膜、眼結膜、尿道等部位手術時,常把麻醉藥涂敷、滴

42、入、噴于表面上，或尿道灌注給藥，使之麻醉。2. 區(qū)域阻滯麻醉：在手術區(qū)四周和底部注射麻醉藥阻斷疼痛的向心傳導,稱區(qū)域阻斷麻醉。常用藥為普魯卡因。3. 神經干(叢)阻滯麻醉：在神經干(叢)的周圍注射麻醉藥，阻滯其傳導,使其所支配的區(qū)域無疼痛，稱神經干(叢)阻滯麻醉。常用藥為利多卡因。4. 局部浸潤麻醉：沿手術切口逐層注射麻醉藥，*藥液的張力彌散，浸入組織,麻醉感覺神經末梢，稱局部浸潤麻醉。常用藥為普魯卡因。在施行局部浸潤麻醉時，先固定好動物，用0.51鹽酸普魯卡因皮內注射，使局部皮膚表面呈現(xiàn)一桔皮樣隆起，稱皮丘，然后從皮丘進針，向皮下分層注射，在擴大浸潤范圍時，針尖應從已浸潤過的部位刺入，直至要

43、求麻醉區(qū)域的皮膚都浸潤為止。每次注射時，必須先抽注射器，以免將麻醉藥注入血管內引起中毒反應。 三、使用全身麻醉劑的注意事項給動物施行麻醉術時,一定要注意方法的可*性,根據不同的動物選擇合適的方法，特別是較貴重的大型動物。1. 麻醉劑的用量，除參照一般標準外，還應考慮個體對藥物的耐受性不同,而且體重與所需劑量的關系也并不是絕對成正比的。一般說，衰弱和過胖的動物，其單位體重所需劑量較小，在使用麻醉劑過程中，隨時檢查動物的反應情況,尤其是采用靜脈注射,絕不可將按體重計算出的用量匆忙進行注射。2. 動物在麻醉期體溫容易下降，要采取保溫措施。3. 靜脈注射必須緩慢，同時觀察肌肉緊張、角膜反射和對皮膚夾捏

44、的反應,當這些活動明顯減弱或消失時，應立即停止注射。配制的藥液濃度要適中不可過高，以免麻醉過急；但也不能過低，以減少注入溶液的體積。4. 作慢性實驗時，在寒冷冬季，麻醉劑在注射前應加熱至動物體溫水平。四、實驗動物用藥量的確定及計算方法(一)動物給藥量的確定觀察一種藥物對實驗動物的作用時，一個重要的問題就是給動物用多大的劑量較合適。劑量太小，作用不明顯，劑量太大，又可能引起動物中毒致死?？梢园聪率龇椒ù_定劑量：1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒劑量或致死劑量,然后用小于中毒量的劑量，或取致死量的若干分之一作為應用劑量，一般可取1/101/5。2. 植物藥粗制劑的劑量多按生藥折算。3. 化學藥品可參

45、考化學結構相似的已知藥物， 特別是化學結構和作用都相似的劑量。4. 確定劑量后，如第一次用藥的作用不明顯，動物也沒有中毒的表現(xiàn),可以加大劑量再次實驗。如出現(xiàn)中毒現(xiàn)象，作用也明顯，則應降低劑量再次實驗。在一般情況下，在適宜的劑量范圍內，藥物的作用常隨劑量的加大而增強。所以有條件時，最好同時用幾個劑量作實驗，以便迅速獲得關于藥物作用的較完整的資料。如實驗結果出現(xiàn)劑量與作用強度之間毫無規(guī)律時，則更應慎重分析。5. 用大動物進行實驗時，防止動物中毒死亡,開始的劑量可采用鼠類的1/151/2,以后可根據動物的反應調整劑量。6. 確定動物給藥劑量時，要考慮給藥動物的年齡大小和體質強弱。 一般說確定的給藥劑

46、量是指成年動物的，如是幼齡動物，劑量應減小。如以狗為例：6 個月以上的狗給藥劑量為1份時，36個月的給1/2份， 4589日的給1/4份，2044日的給1/8 份，1019日的給1/16份。7. 確定動物給藥劑量時，要考慮因給藥途徑不同，所用劑量也不同。 以口服量為100時，皮下注射量為3050，肌肉注射量為2030，靜脈注射量為25。(二)人與動物的用藥量換算方法人與動物對同一藥物耐受性不同，一般動物的耐受性要比人大，單位體重的用藥量動物比人要高。必須將人的用藥量換算成動物的用藥量。一般可按下列比例換算：人用藥量： 1小鼠、大鼠： 50100兔、豚鼠： 1520狗、貓： 510以上系按單位體

47、重口服用藥量換算。如給藥途徑為靜脈、皮下、腹腔注射，換算比例應適當減小些。第四節(jié) 實驗動物的除毛、給藥方法一、實驗動物的除毛在動物實驗中，被毛有時會影響實驗操作與觀察，因此必須除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脫毛等。(一)剪毛法：剪毛法是將動物固定后，先用蘸有水的紗布把被毛浸濕，再用剪毛剪刀緊貼皮膚剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮膚。剪下的毛應集中放在一容器內，防止到處飛揚。給狗、羊等動物采血或新生乳牛放血制備血清常用此法。(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳緣靜脈注射或尾靜脈注射時常用此法。(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去動物被毛的方法。如動物被毛較長，先

48、要用剪刀將其剪短，再用刷子蘸溫肥皂水將剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法適用于暴露外科手術區(qū)。(四)脫毛法：脫毛法是用化學藥品脫去動物被毛的方法。首先將被毛剪短，然后用棉球蘸取脫毛劑，在所需部位涂一薄層，23分鐘后用溫水洗去脫落的被毛，用紗布擦干，再涂一層油脂即可。適用于狗等大動物的脫毛劑配方為：硫化鈉10g，生石灰15g，溶于100ml水中。適用于兔、鼠等動物的脫毛劑的配方為：1. 硫化鈉3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加適量水調成糊狀；2. 硫化鈉8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化鈉8g溶于100ml水中。二、實驗動物的給藥在動物實驗中，為了觀察藥物對機體

49、功能、代謝及形態(tài)引起的變化，常需要將藥物注入動物體內。給藥的途徑和方法多種多樣，可根據實驗目的、實驗動物種類和藥物劑型、劑量等情況確定。(一)注射給藥法1. 皮下注射 注射時用左手拇指及食指輕輕捏起皮膚，右手持注射器將針頭刺入,固定后即可進行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或側下腹部；豚鼠在后大腿內側、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外側注射，拔針時，輕按針孔片刻，防藥液逸出。2. 皮內注射 此法用于觀察皮膚血管的通透性變化或觀察皮內反應。 如將一定量的放射性同位素溶液、顏料或致炎物質、藥物等注入皮內，觀察其消失速度和局部血液循環(huán)變化，作為

50、皮膚血管通透性觀察指標之一。方法是：將動物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮試針頭緊貼皮膚皮層刺入皮內，然后使針頭向上挑起并再稍刺入，即可注射藥液。注射后可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。3. 肌肉注射 當給動物注射不溶于水而混懸于油或其他溶劑中的藥物時,常采用肌肉注射。肌肉注射一般選用肌肉發(fā)達、無大血管經過的部位，多選臀部。注射時針頭要垂直快速刺入肌肉，如無回血現(xiàn)象即可注射。給大、小鼠作肌肉注射時，選大腿外側肌肉進行注射。4. 腹腔注射 先將動物固定,腹部用酒精棉球擦試消毒，然后在左或右側腹部將針頭刺入皮下，沿皮下向前推進約0.5厘米，再使針頭與皮膚呈45 度角方向穿過腹肌刺入腹腔，此時有落空感，回抽無腸液、尿液后，緩緩推入藥液。此法大小鼠用的較多。5. 靜脈注射 是將藥液直接注射于靜脈管內，使其隨著血液分布全身,迅速奏效。但排泄較快，作用時間較短。小鼠、大鼠的靜脈注射：常采用尾靜脈注射。鼠尾靜脈共有3根， 左右兩